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. 2019 Apr 23:29:4.
doi: 10.1186/s12610-019-0086-6. eCollection 2019.

Genetic defects in human azoospermia

Farah Ghieh  1 , Valérie Mitchell  2   3 , Béatrice Mandon-Pepin  4 , François Vialard  1   5
Affiliations

Genetic defects in human azoospermia

Farah Ghieh et al. Basic Clin Androl. .

Abstract
in English, French

As with many other diseases, genetic testing in human azoospermia was initially restricted to karyotype analyses (leading to diagnostic chromosome rearrangement tests for Klinefelter and other syndromes). With the advent of molecular biology in the 1980s, genetic screening was broadened to analyses of Y chromosome microdeletions and the gene coding for the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR). Decades later, the emergence of whole-genome techniques has led to the identification of other genetic defects associated with human azoospermia. Although TEX11 and ADGRG2 defects are frequently described in men with azoospermia, most of the causal gene defects found to date are private (i.e. identified in a small number of consanguineous families). Here, we provide an up-to-date overview of all the types of genetic defects known to be linked to human azoospermia and try to give clinical practice guidelines according to azoospermia phenotype. Along with homozygous mutations, polymorphisms and epigenetic defects are also briefly discussed. However, as these variations predispose to azoospermia, a specific review will be needed to compile data on all the particular genetic variations reported in the literature.

Comme pour beaucoup de maladies humaines, les analyses génétiques en cas d’azoospermie étaient initialement limitées à la réalisation d’un caryotype, conduisant au diagnostic de réarrangements chromosomiques comme pour le syndrome de Klinefelter ou autres syndromes. L’avènement de la biologie moléculaire, dans les années 1980, a permis l’élargissement du dépistage génétique à la recherche des microdélétions du chromosome Y et aux anomalies du gène CFTR (cystic fibrosis transmembrane conductance regulator). Il a fallu attendre plusieurs décennies et l’apparition des techniques d’analyses du génome entier pour que soit réalisée l’identification d’autres anomalies génétiques associés à l’azoospermie humaine. Si les anomalies des gènes TEX11 et ADGRG2 sont fréquemment décrites dans la littérature pour les hommes présentant une azoospermie, la plupart des altérations génétiques découvertes à ce jour sont privées, identifiées dans un petit nombre de familles souvent consanguines.L’objectif dans cette revue est de fournir un aperçu actualisé de toutes les anomalies génétiques décrites dans la littérature et associées à l’azoospermie humaine tout en essayant de fournir des guides de conduite diagnostique en fonction du phénotype de l’azoospermie. En plus des mutations homozygotes et délétères, les polymorphismes et les défauts épigénétiques sont également brièvement abordés. Néanmoins, comme ces variations ne sont que de potentiels facteurs de prédisposition à l’azoospermie, une étude spécifique sera nécessaire pour compiler l’ensemble des données de la littérature pour chaque variant génétique.

Keywords: Azoospermia; Chromosome; Epigenetics; Genetic defects; Mutations; Polymorphisms.

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Conflict of interest statement

The authors declare that they have no competing interests.Springer Nature remains neutral with regard to jurisdictional claims in published maps and institutional affiliations.

Figures

Fig. 1
Fig. 1
Schematic depiction of the structure of the ADGRG2 protein. Truncating mutations reported in OA patients are indicated. Yellow rectangles represent the seven transmembrane helices. ADGRG2 is also composed of a G-protein-coupled receptor (GPCR) autoproteolysis-inducing (GAIN) domain containing a cysteine-rich GPCR proteolysis site (GPS), and an extracellular STP region (in grey)
Fig. 2
Fig. 2
Schematic diagram of the location of TEX11 variants in isoform 2, as detected in patients with azoospermia. Brackets indicate the TEX11 protein’s interaction domains (the SPO22 sporulation domain and the TPR tetratricopeptide repeat-containing domain), according to the TEX11–203 transcript in the Ensembl database (https://www.ensembl.org/index.html). Orange boxes represent exons, and black lines represent introns. Missense mutations are shown in red, with splice site mutations in blue, silent mutations in green, frameshift mutations in grey, intronic mutations in pink, and deletions in purple
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